实验动物    SPF级8周龄健康雄性BALB/c，体重20±2g  造模方法    小鼠自由饮用5% DSS溶液（5mg DSS溶于100ml蒸馏水），连续7天。正常对照组每天自由饮用蒸馏水（100ml）。鉴定方法：        测定小鼠体重、进行隐血试验和观察粪便性状，计算DAI；造模结束后第2天随机处死几只小鼠，观察结肠充血水肿情况；结肠组织HE染色，观察黏膜充血、水肿、糜烂、溃疡等的形成及炎症细胞浸润。确定模型是否建立成功。

一、异种异体移植模型  实验动物   C57小鼠，雄性，6-8周；SD大鼠，雄性  造模方法       戊巴比妥钠腹腔注射处死大鼠，纵行切开股后外侧皮肤、肌肉,显露坐骨神经,切取25px备用。然后，0.2ml戊巴比妥钠腹腔注射麻醉小鼠，依上述方法找到坐骨神经，切除25px制成神经缺损模型，将切取的大鼠坐骨神经移植于小鼠坐骨神经缺损处，10倍显微镜下11/0线（2针）行端端外膜缝合，后将皮下和皮肤予以缝合，术后单独饲养,注意保暖,观察动物手术切口处有无出血等异常情况,待麻醉苏醒、自主活动恢复后再次按术前的分组进行饲养。 二、自体神经移植模型  实验动物   C57小鼠，雄性，6-8周  造模方法       0.2ml戊巴比妥钠腹腔注射麻醉小鼠，纵行切开股后外侧皮肤、肌肉，显露坐骨神经，切除25px制成神经缺损模型，然后将切取的小鼠坐骨神经重新移植于小鼠坐骨神经缺损处，10倍显微镜下11/0线（2针）行端端外膜缝合，后将皮下和皮肤予以缝合，术后单独饲养,注意保暖,观察动物手术切口处有无出血等异常情况,待麻醉苏醒、自主活动恢复后再次按术前的分组进行饲养。

实验动物     C57BL/6小鼠，SPF级，雄性，5~6周龄，体重18~20g  造模方法       幽门螺杆菌（Hp）感染小鼠动物模型的建立：取新鲜培养的菌液，0.25ml/只灌胃感染小鼠，隔天灌胃一次，共灌胃3次。每次灌胃幽门螺杆菌前禁食12h，灌胃完成后2h后进食。        PCR检测幽门螺杆菌感染结果：幽门螺杆菌感染结束后一周，对小鼠进行感染检测，以确造模是否成功。检测前小鼠禁食24h，小鼠处死后，取出胃部组织，沿胃大弯剪开胃部，使用无菌PBS冲洗胃部残渣。取胃腺部随机分为2份，一份用于Hp尿素酶检测，一份用于PCR检测。 

实验动物   小鼠，4-6周  造模方法 1、动脉血栓造模：实验组和对照组小鼠麻醉后，充分暴露小鼠颈总动脉，用浸过10%FeCl3的1X2mm滤纸覆盖于颈总动脉上3分钟，然后移除滤纸，激光多普勒记录血栓形成曲线。 2、下腔静脉血栓：实验组和对照组小鼠将腹腔内小肠等器官拖出放置于小鼠左侧，暴露出下腔静脉，动作要轻柔，避免损伤器官，拖出的器官用浸润过生理盐水的纱布包裹，防止长期置于空气中造成脱水。移至体视显微镜下，钝性分离血管周围结缔组织暴露下腔静脉及其分支，在肾静脉下方将腹主动脉和下腔静脉剥离开，然后用7/0缝合线将下腔静脉结扎，之后逐个将其分支结扎。按解剖位置将肠道等器官放回腹腔，在腹腔中加人1％氨苄溶液0.2 mL（抗生素），防止感染。用5/0缝合线逐层缝合腹腔，术后置于25~28℃的环境中，直至小鼠复苏，即可正常饲养。 

实验动物健康 SD 大鼠，雄性，SPF级，体重 180～220g。  造模方法1、固定：将已麻醉的大鼠仰卧位置于固定板或垫上，以绵绳分别拴住大鼠 4 只爪，另一绵绳勾住大鼠上齿，绵绳另一头分别栓在固定板四角及顶部的钉子上。2、切口：剪去腹部手术野的毛，以碘酒及酒精消毒，于剑突下 37.5px 沿腹中线切开皮肤及肌层，以止血钳夹住切口两边的肌层，拉开切口找出肾脏 右手食指伸入腹腔摸着肾脏，左手指从腹部外侧配合将肾脏轻轻挤出，用浸有生理盐水的棉球或纱布包住，用左手食指与拇指将其固定。3、分离肾动脉：以眼科镊子小心分离肾蒂部筋膜，以玻璃分针沿肾静脉下方分离肾动脉，在近主动脉端用 U 型银夹（内径为 0.2~0.25mm）套上，用镊子夹紧银夹口部。4、缝合：以手术专用的缝合针、线，缝合手术切口。

实验动物     6-8周龄，的Balb / cJ雌性，体重18-24g造模方法       将32只雌鼠随机分为2组，每组16只，模型组小鼠给予慢性束缚刺激：小鼠在50ml离心管中经受每日6小时束缚应激，与每周两次的过夜照明组合，连续束缚应激21天，束缚期间无法获得食物和水。每天束缚应激结束后，小鼠被放回原鼠笼。对照组不接受束缚应激，但每天模型组接受束缚应激期间进行断水断粮。最后一次慢性束缚刺激结束后的2天内，对小鼠进行为学测试，以评价造模是否成功。

实验动物     BALB/C小鼠，6周龄，20±2g  造模方法      适应性喂养后，禁食12h，在此期间自由饮水。腹腔注射1%链脲酶素（STZ）440mg/kg，小鼠每日注射一次，连续5d，注射后可自由饮食水。禁食8h后，采集尾静脉血检测血糖，空腹血＞16.7mmol/L，则认为造模成功。

实验动物    新西兰大白兔，雄性，2.5~3.0kg  造模方法        分别在每只白兔左右耳内侧耳管开口处50px ×50px范围内，每天外涂煤焦油稀释液（95%乙醇配成的2%浓度煤焦油溶液）1次，每次涂0.25mL，连续2周。于第14d，随机取2只白兔造模白兔进行皮肤活检，证实已造模成功。

实验动物 Balb/c小鼠，5周龄，雌性  造模方法        小鼠称重后肌肉注射麻醉，尾部75％乙醇消毒，测量距尾根部2 cm处尾巴直径。在距尾根部1 cm处环行切除尾巴皮肤约3 mm，同时将深筋膜去除。于尾尖皮内注射亚甲基蓝注射液0.1 ml，观察皮肤切除部位与两侧尾部血管伴行的淋巴管显色情况。将显露的淋巴管切除，断端与创缘皮肤均进行烧灼以防止淋巴管再通。手术创口以凡士林纱布包扎，定期观察其愈合情况以及尾部水肿情况。假手术组只在皮肤切口中注射亚甲基蓝注射液0.1 ml，不进行灼烧处理。

实验动物   裸鼠，雌雄各半，4-6周，18-20g  造模方法        将Huh-7细胞用胰酶消化后，收集到一起。无血清的培养基洗涤一次后进行细胞计数。将计数好的细胞用无血清的培养基重悬调整细胞密度为2×107/ml待用。采用10%水合氯醛对裸鼠进行腹腔麻醉，取仰卧位固定在手术板上，常规皮肤消毒，在裸鼠左肋下作一横行切口，然后逐层剪开皮肤暴露肝左叶。用1毫升注射器抽取100μlHuh-7细胞悬液,30°角刺入肝脏左叶，缓慢的注入细胞悬液，注射完毕后用无菌纱布轻压针孔至肝脏表面不再出血，逐层缝合关腹，待小鼠清醒后放回原饲养环境。