实验动物   小鼠，4-6周  造模方法 1、动脉血栓造模：实验组和对照组小鼠麻醉后，充分暴露小鼠颈总动脉，用浸过10%FeCl3的1X2mm滤纸覆盖于颈总动脉上3分钟，然后移除滤纸，激光多普勒记录血栓形成曲线。 2、下腔静脉血栓：实验组和对照组小鼠将腹腔内小肠等器官拖出放置于小鼠左侧，暴露出下腔静脉，动作要轻柔，避免损伤器官，拖出的器官用浸润过生理盐水的纱布包裹，防止长期置于空气中造成脱水。移至体视显微镜下，钝性分离血管周围结缔组织暴露下腔静脉及其分支，在肾静脉下方将腹主动脉和下腔静脉剥离开，然后用7/0缝合线将下腔静脉结扎，之后逐个将其分支结扎。按解剖位置将肠道等器官放回腹腔，在腹腔中加人1％氨苄溶液0.2 mL（抗生素），防止感染。用5/0缝合线逐层缝合腹腔，术后置于25~28℃的环境中，直至小鼠复苏，即可正常饲养。 

实验动物     C57BL/6小鼠，SPF级，雄性，5~6周龄，体重18~20g  造模方法       幽门螺杆菌（Hp）感染小鼠动物模型的建立：取新鲜培养的菌液，0.25ml/只灌胃感染小鼠，隔天灌胃一次，共灌胃3次。每次灌胃幽门螺杆菌前禁食12h，灌胃完成后2h后进食。        PCR检测幽门螺杆菌感染结果：幽门螺杆菌感染结束后一周，对小鼠进行感染检测，以确造模是否成功。检测前小鼠禁食24h，小鼠处死后，取出胃部组织，沿胃大弯剪开胃部，使用无菌PBS冲洗胃部残渣。取胃腺部随机分为2份，一份用于Hp尿素酶检测，一份用于PCR检测。 

实验动物    新西兰大白兔，雄性，2.5~3.0kg  造模方法        分别在每只白兔左右耳内侧耳管开口处50px ×50px范围内，每天外涂煤焦油稀释液（95%乙醇配成的2%浓度煤焦油溶液）1次，每次涂0.25mL，连续2周。于第14d，随机取2只白兔造模白兔进行皮肤活检，证实已造模成功。

实验动物健康 SD 大鼠，雄性，SPF级，体重 180～220g。  造模方法1、固定：将已麻醉的大鼠仰卧位置于固定板或垫上，以绵绳分别拴住大鼠 4 只爪，另一绵绳勾住大鼠上齿，绵绳另一头分别栓在固定板四角及顶部的钉子上。2、切口：剪去腹部手术野的毛，以碘酒及酒精消毒，于剑突下 37.5px 沿腹中线切开皮肤及肌层，以止血钳夹住切口两边的肌层，拉开切口找出肾脏 右手食指伸入腹腔摸着肾脏，左手指从腹部外侧配合将肾脏轻轻挤出，用浸有生理盐水的棉球或纱布包住，用左手食指与拇指将其固定。3、分离肾动脉：以眼科镊子小心分离肾蒂部筋膜，以玻璃分针沿肾静脉下方分离肾动脉，在近主动脉端用 U 型银夹（内径为 0.2~0.25mm）套上，用镊子夹紧银夹口部。4、缝合：以手术专用的缝合针、线，缝合手术切口。

实验动物     6-8周龄，的Balb / cJ雌性，体重18-24g造模方法       将32只雌鼠随机分为2组，每组16只，模型组小鼠给予慢性束缚刺激：小鼠在50ml离心管中经受每日6小时束缚应激，与每周两次的过夜照明组合，连续束缚应激21天，束缚期间无法获得食物和水。每天束缚应激结束后，小鼠被放回原鼠笼。对照组不接受束缚应激，但每天模型组接受束缚应激期间进行断水断粮。最后一次慢性束缚刺激结束后的2天内，对小鼠进行为学测试，以评价造模是否成功。

实验动物 Balb/c小鼠，5周龄，雌性  造模方法        小鼠称重后肌肉注射麻醉，尾部75％乙醇消毒，测量距尾根部2 cm处尾巴直径。在距尾根部1 cm处环行切除尾巴皮肤约3 mm，同时将深筋膜去除。于尾尖皮内注射亚甲基蓝注射液0.1 ml，观察皮肤切除部位与两侧尾部血管伴行的淋巴管显色情况。将显露的淋巴管切除，断端与创缘皮肤均进行烧灼以防止淋巴管再通。手术创口以凡士林纱布包扎，定期观察其愈合情况以及尾部水肿情况。假手术组只在皮肤切口中注射亚甲基蓝注射液0.1 ml，不进行灼烧处理。

实验动物    SPF级8周龄健康雄性BALB/c，体重20±2g  造模方法    小鼠自由饮用5% DSS溶液（5mg DSS溶于100ml蒸馏水），连续7天。正常对照组每天自由饮用蒸馏水（100ml）。鉴定方法：        测定小鼠体重、进行隐血试验和观察粪便性状，计算DAI；造模结束后第2天随机处死几只小鼠，观察结肠充血水肿情况；结肠组织HE染色，观察黏膜充血、水肿、糜烂、溃疡等的形成及炎症细胞浸润。确定模型是否建立成功。

实验动物     BALB/C小鼠，6周龄，20±2g  造模方法      适应性喂养后，禁食12h，在此期间自由饮水。腹腔注射1%链脲酶素（STZ）440mg/kg，小鼠每日注射一次，连续5d，注射后可自由饮食水。禁食8h后，采集尾静脉血检测血糖，空腹血＞16.7mmol/L，则认为造模成功。

一、异种异体移植模型  实验动物   C57小鼠，雄性，6-8周；SD大鼠，雄性  造模方法       戊巴比妥钠腹腔注射处死大鼠，纵行切开股后外侧皮肤、肌肉,显露坐骨神经,切取25px备用。然后，0.2ml戊巴比妥钠腹腔注射麻醉小鼠，依上述方法找到坐骨神经，切除25px制成神经缺损模型，将切取的大鼠坐骨神经移植于小鼠坐骨神经缺损处，10倍显微镜下11/0线（2针）行端端外膜缝合，后将皮下和皮肤予以缝合，术后单独饲养,注意保暖,观察动物手术切口处有无出血等异常情况,待麻醉苏醒、自主活动恢复后再次按术前的分组进行饲养。 二、自体神经移植模型  实验动物   C57小鼠，雄性，6-8周  造模方法       0.2ml戊巴比妥钠腹腔注射麻醉小鼠，纵行切开股后外侧皮肤、肌肉，显露坐骨神经，切除25px制成神经缺损模型，然后将切取的小鼠坐骨神经重新移植于小鼠坐骨神经缺损处，10倍显微镜下11/0线（2针）行端端外膜缝合，后将皮下和皮肤予以缝合，术后单独饲养,注意保暖,观察动物手术切口处有无出血等异常情况,待麻醉苏醒、自主活动恢复后再次按术前的分组进行饲养。

实验动物    SPF 级雌性 BALB/c 小鼠，6~8周龄，16~20g  造模方法         于第1、8天以10%卵白蛋白（OVA）致敏液1ml腹腔注射致敏；第15天以OVA激发液开始雾化激发，并将大鼠置于一透明密闭的容器（1000px*1250px*1500px）中，给予大鼠1% OVA  60ml雾化吸入，中等雾量，1次/天，每次30min，每周激发5次，以大鼠出现呼吸加快、口唇发绀、站立不稳等表现为激发成功，连续激发8周。正常对照组以生理盐水进行腹腔注射及雾化吸入。

实验动物      健康6月龄新西兰成年大白兔，雌雄不限  造模方法      戊巴比妥钠50mg/kg耳缘静脉注射麻醉并维持。常规剪毛，消毒。取兔大腿外侧入路，切开皮肤，皮下组织，切开深筋膜，从股外侧肌与肱二头肌之间的外侧肌间隙钝性分离进入，显露股骨干。按股骨干前凸的弧度预弯钢板，电钻分别前后方向钻4个螺丝钉孔。分别按实验设计在股骨中断切除相应长度的骨膜和骨干，制造实验性骨缺损，以普通四孔钢板螺丝钉固定股骨。在四孔钢板的第1、2和第3、4颗螺丝钉之间分别捆一道钢丝。冲洗伤口后分层缝合。肌注青霉素40万U，1次/d，共3d 。同一条件下分笼饲养，饲料喂养。

 实验动物    新西兰大白兔  造模方法        3 %戊巴比妥钠( 1mL/kg)耳缘静脉麻醉,人工通气，应用 12 导心电生理记录仪同步记录体表心电图。胸骨正中开胸, 剪开并悬吊心包 ,暴露心房, 分离出肺静脉 ,在肺静脉任意处使用自制双电极电刺激, 电极间距 5 mm 。AF诱发:在基础周长为300 ms和200 ms时加S2、S3直到S4 的早搏刺激 ,在 S1S2 固定于心房有效不应期30 ms 时引入第2个早搏刺激 S3 , S2S3 从基础周长的 80 %开始 , 以10 ms 步长反扫至S3落入不应期 。若2 个早搏刺激仍不能诱发 AF ,则以同样的方法引入第3个早搏刺激S4。如果以上方案不成功 ,则用周长为 100 ms 的 Burst 刺激 20~30 s 进行AF诱发 ,刺激强度为 2 倍舒张期阈值 。如果经上述方法仍未能诱发出 A F , 则为 AF 诱发不成功 

实验动物    健康，雄性，SD大鼠，（250+50）g 造模方法       大鼠麻醉后，经口气管插管，连接小动物呼吸机。在胸骨左缘扪及心脏搏动处纵行切开皮肤约75px，逐层钝性分离皮下组织、肌肉，于第四肋间开胸并以开睑器固定，小心提起心包并剪开，轻压右侧胸腔，充分暴露心脏、血管。在肺动脉圆锥和左心耳之间，以左冠状静脉主干为标志，用棉签拨起左心耳，于左心耳根部下方2mm处进针，进针深度0.5mm，实验组以6/0缝线结扎左冠状动脉前降支，对照组在相同位置进针穿线，但不结扎动脉。完成后清楚胸腔内积血，并立即关胸并用注射器抽空胸腔内气体，以恢复负压，将肌肉层和皮肤分别缝合。术后给于青霉素80万U肌注3天。

实验动物   健康，成熟未交配过的雌性，SD大鼠，220~250 g   造模方法（附件8）（1）进行阴道涂片检查,在大鼠的动情期建立模型。（2）麻醉:手术在无菌条件下进行,10%水合氯醛腹腔注射麻醉大鼠(0.2ml/100 g)。（3）固定、备皮:将大鼠四肢及头部固定于手术板上,腹部剪毛备皮。（4）开腹:络合碘溶液消毒皮肤,从尿道口上端约75px处正中纵向切开皮肤约2~75px，逐层分离进入腹腔,在膀肤后方找到子宫,暴露子宫,见大鼠子宫呈“V”型,在两子宫下端汇合处用血管夹夹住，用无齿镊将一侧子宫拉直,子宫周围垫有无菌纱布，在宫角(子宫输卵管交界处)下0.5 cm处以1 ml针管沿子宫长轴进入宫腔,注入液体,见子宫膨隆且针孔处无明显液体流出(注入液体约0.3ml),即停止注药,保持针头在宫腔不动,2 min后再次注药,如此重复,使液体在宫腔贮留一定时间。对照组宫腔注入生理盐水共约0.5 ml,贮留5 min,实验组宫腔注入95%无水乙醇,分别贮留5 min(用量约0.5 ml)和10 min(用量约0.8 ml),将针头拔出，另外一侧子宫操作如上。反复冲洗腹腔,用棉垫将冲洗液吸干,恢复子宫解剖位置,逐层关腹"苏醒后,将大鼠移入笼中,放回动物房。

实验动物   裸鼠，雌雄各半，4-6周，18-20g  造模方法        将Huh-7细胞用胰酶消化后，收集到一起。无血清的培养基洗涤一次后进行细胞计数。将计数好的细胞用无血清的培养基重悬调整细胞密度为2×107/ml待用。采用10%水合氯醛对裸鼠进行腹腔麻醉，取仰卧位固定在手术板上，常规皮肤消毒，在裸鼠左肋下作一横行切口，然后逐层剪开皮肤暴露肝左叶。用1毫升注射器抽取100μlHuh-7细胞悬液,30°角刺入肝脏左叶，缓慢的注入细胞悬液，注射完毕后用无菌纱布轻压针孔至肝脏表面不再出血，逐层缝合关腹，待小鼠清醒后放回原饲养环境。

 实验动物   SPF级Wistar大鼠，健康，雄性，180g~200g造模方法        称量大鼠，腹腔注射水合氯醛（350mg/kg）麻醉，腹部正中剃毛后用碘酒及酒精擦拭手术区域。沿腹白线切开腹腔约50px，找出盲肠，用5-0缝线结扎约1/3盲肠，以21G针头贯通穿刺结扎的盲肠2次。轻轻挤压使少量肠内容物从穿刺孔溢出确保通畅；将处理好的盲肠回纳入腹腔，用5-0缝线缝合内层，3-0缝线缝合外层，将大鼠置于加热垫维持肛温在37±0.5℃。沿腹白线切开腹腔约50px，找出盲肠，用5-0缝线结扎约1/3盲肠，以21G针头贯通穿刺结扎的盲肠2次。轻轻挤压使少量肠内容物从穿刺孔溢出确保通畅；将处理好的盲肠回纳入腹腔，用5-0缝线缝合内层，3-0缝线缝合外层，将大鼠置于加热垫维持肛温在37±0.5℃。

动物规格   SPF 级，成年、雄性，Scid 小鼠  造模方法1、电凝法制作小鼠右侧MCAO 模型（客户没有提供操作方法，以下为文献上的）：大鼠侧卧位固定于手术台，沿左（右）外耳道与左（右）眼外眦连线的重点垂直于连线切开皮肤约50px，手术显微镜下暴露颧骨弓和颞前窝，在颧骨和鳞状骨联合的前下方约2mm处钻孔开颅。显微镜下刺破硬脑膜，在嗅束与大脑中动脉交界处轻挑起大脑中动脉，电凝烧灼嗅束内1mm至大脑下静脉之间的大脑中动脉。假手术仅挑起大脑中动脉而不电凝灼烧。术中注意止血，术后缝合切口，腹腔注射0.2ml生理盐水，以补充术中和术后的体液流失，大鼠保持侧卧位，保温维持肛温在37℃左右，注意保存呼吸道通畅。2、线栓法

1、高脂饮食建立ApoE-/-小鼠AS模型实验动物  第8周龄ApoE-/-雄性小鼠，体重23-25g造模方法       高脂饮食配方：按照3%胆同醇、0.5%胆酸钠、5%白糖、10%猪油、5%蛋黄粉、76.5%标准饲料比例配制而成。        ApoE-/-小鼠36只，普通饲料适应性喂养lW后，随机分配到普通饮食对照组、高脂饮食组、高质饮食+小剂量黄芩苷组和高脂饮食+大剂量黄芩苷组，每组9只。对照组继续给予普通饲料喂养；其余27只用高脂饲料喂养(3-7g/d)，喂养6周后高脂饮食+大、小剂量黄芩苷组给予黄芩苷灌胃，普通饮食对照组和高脂饮食组给予等量生理盐水。  检验：          石蜡切片做HE染色观察粥样硬化血管段的内膜和斑块等病理形态学特征病根据公式计算斑块相对面积（斑块相对面积=斑块面积/血管腔面枳），判断AS模型是否成功。

小鼠采用氯胺酮麻醉（55mg/kg），辅以肌松剂甲苯噻嗪（15mg/kg）。我们采用90号聚乙烯管行气管插管后连接小动物呼吸机，通气量控制在250-300毫升/分钟，呼吸频率为110-130次/分钟；中心体温控制在36-37℃。待小鼠麻醉后，取右侧卧位，于第四或第五肋间隙进入胸腔。剥离心包膜，并以7-0丝线距离左心耳下缘2毫米左右水平右行穿过左前降支下方，在左室与右房交界处出针，在结扎左前降支时连同一10号聚乙烯管一同结扎，行缺血实验。在缺血后，移除10号聚乙烯管，恢复再灌120 min后行TTC染色检测梗死面积。

包埋，就是将已经经过固定，脱水，透明，浸蜡的组织块从最后的蜡浴取出置入充满熔融石蜡的包埋框内，包埋成块，使组织和包埋剂相熔一体并迅速冷却，这个程序称为包埋。包埋剂凝固后，进一步加强了组织的硬度和韧度而便于进行切片。